A. sds電泳上樣緩沖液如何配置
5×SDS-PAGE Loading Buffer的配來制（10 ml）
（自本方案摘自《蛋白質技術手冊》汪家政、范明）
組分：Tris-HCl pH6.8（60 mM）；SDS （2%）；溴酚蘭（0.1%）；甘油（25%）；β-巰基乙醇（14.4 mM）
配製過程：
1. 量取1M Tris-HCl （pH6.8） 0.6 ml；50%的甘油5 ml；10%的SDS溶液2 ml；1%的溴酚蘭1 ml；
2. 加入去離子水定容至10 ml；
3. 分裝；
4. 在4℃可保存數周，-20℃可保存數月之久。
你還可以參考下面這個配方：
2×SDS凝膠加樣緩沖液 組分（摘自《分子克隆》第三版）
Tris-HCl pH6.8（100 mM）；SDS （4%）；溴酚蘭（0.2%）；甘油（20%）；β-巰基乙醇或二硫蘇糖醇（200 mM）
不含硫代試劑的加樣Buffer可在室溫保存。β-巰基乙醇或二硫蘇糖醇臨用前加入。
B. 電泳液中加入SDS的作用是什麼
如果你是做測來量蛋白源質相對分子質量大小的話：
聚丙烯醯胺凝膠電泳具有較高解析度，用它分離、檢測蛋白質混合樣品，主要是根據各蛋白質組分電泳遷移率的不同。這種差異就蛋白質分子本身而言，主要與其所帶電荷的差異以及分子大小不同有關。如果將電荷差異這一因素去除或減小到可以忽略不計的程度，分子在凝膠上遷移率的大小則完全取決於相對分子質量的大小。
十二烷基硫酸鈉（SDS）是一種陰離子表面活性劑，當其與蛋白質混合，質量比達到1.4:1時，SDS能破壞蛋白質分子間以及其他物質分子間的非共價鍵使蛋白質的構象發生變化繼而使蛋白質變性解離成單一亞基，從而降低或消除了各種蛋白質分子間的天然電荷差異，形成SDS-蛋白質負離子，這樣就使電泳遷移率只取決於分子大小這一因素。據經驗得知，當蛋白質的相對分子質量在17000-165000之間時，蛋白質-SDS復合物的電泳遷移率與蛋白質相對分子質量的對數呈線性關系，於是根據標准蛋白質相對分子質量的對數和遷移率所作的標准曲線，可求得未知蛋白質的相對分子質量。
C. SDS-聚丙烯醯胺凝膠電泳分離血清蛋白質的實驗中，當分離膠加完之後為什麼需要在上面加一層水
加一層來水稱為水封
目的是隔絕自空氣使催化反應快速進行，進而形成凝膠，還可使分離膠上沿平直。
並且加水後，保持分離膠表面的平整性，使濃縮膠和分離膠都處於同一水平面上。
甘氨酸是為了解離出甘氨酸根離子，甘氨酸根離子可以穩定的界面，使蛋白聚集在移動界面附近，濃縮在一起。
樣品液煮沸這個問題我個人認為是可以商榷的，因為理論上煮沸可以使SDS和蛋白更快更好的結合，以便於SDS-PAGE的進行。但是有些蛋白似乎不煮沸直接上樣結果更好。對於非還原Loading buffer（即不含巰基乙醇）的樣品，一般是不要煮沸的。
長時間的電泳會使正極變酸，負極變鹼。
D. sdspage電泳緩沖液配方，SDS-PAGE電泳的電極緩沖液可以反復使用嗎
反復使用次數抄多了會導致你的電泳速度變慢，電泳時看起來泡泡就是很臟的那種。最後跑出來的膠也不好看。
緩沖液換的時間不太確定，因為情況不一樣換的時間也不一樣，有的實驗室跑電泳比較頻繁，就不存在這樣的問題。平時肉眼看看，如果感覺比較渾濁了再換，但是如果要切膠純化呀或者要求高一點那麼最好用新的緩沖液；緩沖液肯定影響跑出來的條帶了。如做膠回收，跑RNA都要用新的緩沖液，
E. SDS-PAGE電泳緩沖液的上槽液與下槽液有何區別
在跑膠之前沒抄區別襲，我們大概是配1X buffer 500mL，上面灌滿，然後都倒下面就是了。
跑之後，上槽中有些點樣時沒點進去的東西，下槽液中會含有一些跑出去的東西（跑得時間越長東西越多），所以就不太一樣了。所以要是回收的話，上下槽要分別回收，不能混合。理論上說，都是可以重復用的。上槽的也可以倒到下槽去用，但是下槽的不可以當上槽的用。
其實我個人每次做都是用fresh的，用完就倒了。抗體挺貴的，萬一跑不出來損失比buffer大多了。圖個安心。
F. 配製sds-page 脫色液用什麼水
配製sds-page 脫色液:
250ml 95％乙醇＋80ml冰醋酸，定容到1000ml，即可．
或者
100ml 95％乙醇＋50ml冰醋酸，定容到1000ml，即可．
G. 跑SDS-PAGE的電泳緩沖液需要什麼水來配製
1.配製電泳試劑用水蒸餾水就可以了就是單蒸水,如果條件允許的話,可以只用更好的當然純水是最好了;
2.一般實驗室都會有蒸餾水,雙蒸水,其實雙蒸水就能滿足大多數實驗室的要求,純水才是所謂的去離子水
H. sds電泳上樣緩沖液如何配置
5×SDS-PAGE Loading Buffer的配製（10 ml）
（本方案摘自《蛋白質技術手冊》汪家政、范明）
組分：Tris-HCl pH6.8（60 mM）；SDS （2%）；溴酚蘭（0.1%）；甘油（25%）；β-巰基乙醇（14.4 mM）
配製過程：
1. 量取1M Tris-HCl （pH6.8） 0.6 ml；50%的甘油5 ml；10%的SDS溶液2 ml；1%的溴酚蘭1 ml；
2. 加入去離子水定容至10 ml；
3. 分裝；
4. 在4℃可保存數周，-20℃可保存數月之久。
你還可以參考下面這個配方：
2×SDS凝膠加樣緩沖液 組分（摘自《分子克隆》第三版）
Tris-HCl pH6.8（100 mM）；SDS （4%）；溴酚蘭（0.2%）；甘油（20%）；β-巰基乙醇或二硫蘇糖醇（200 mM）
不含硫代試劑的加樣Buffer可在室溫保存。β-巰基乙醇或二硫蘇糖醇臨用前加入。
I. SDS-PAGE電泳緩沖液的上槽液與下槽液有何區別
在跑膠之前沒區別，我們大概是配1x
buffer
500ml，上面灌滿，然後都倒下面就是了。專
跑之後，上槽中有些點樣時沒點屬進去的東西，下槽液中會含有一些跑出去的東西（跑得時間越長東西越多），所以就不太一樣了。所以要是回收的話，上下槽要分別回收，不能混合。理論上說，都是可以重復用的。上槽的也可以倒到下槽去用，但是下槽的不可以當上槽的用。
其實我個人每次做都是用fresh的，用完就倒了。抗體挺貴的，萬一跑不出來損失比buffer大多了。圖個安心。